Lipazy różnią się od klasycznych esteraz ich zdolnością do hydrolizy długołańcuchowych kwasów tłuszczowych, które są nierozpuszczalne w wodzie. W przeciwieństwie do esteraz, aktywność większości lipaz jest maksymalna tylko wtedy, gdy stężenie substratu przewyższa rozpuszczalność graniczną i tworzy się powierzchnia międzyfazowa woda-lipid [3;5;67].
Aktywność esteraz jest funkcją stężenia substratu jak opisuje to krzywa kinetyczna Michaelis-Menten z szybkością maksymalną reakcji osiągniętą długo przed wysyceniem roztworu. Powstawanie emulsji substrat-woda nie zmienia szybkości reakcji [21;23]. W odróżnieniu, lipazy nie wykazują prawie żadnej aktywności z tym samym substratem tak długo jak występuje on w postaci monomerów. Jednakże, gdy granica rozpuszczalności substratu zostaje przekroczona, następuje wzrost aktywności enzymu, kiedy substrat utworzy emulsję [74].
Kinetyka lipaz nie może być opisana modelem Michaelis-Menten, ponieważ model ten obowiązuje tylko dla układów jednorodnych (tj. dla rozpuszczalnych enzymów i substratów) [34]. Kinetyka reakcji katalizowanych przez enzymy lipolityczne podzielona jest na dwa etapy:
Ten drugi krok może być opisany z użyciem modelu Michaelis-Menten dotyczącego układów międzyfazowych i wyrażającym aktywność enzymu w molach substratu na jednostkę powierzchni międzyfazowej (standardowo wymiar aktywności enzymu wyrażony jest w molach na jednostkę objętości) [74;77].
Zaproponowano dwie teorie dotyczące międzyfazowej aktywacji lipaz:
"Teoria substratu" wyjaśnia aktywację lipaz w wyniku: gradientu stężenia substratu na powierzchni międzyfazowej, redukcji powłoki wodnej wokół substratu oraz lepszego ułożenia rozszczepialnego wiązania estrowego względem centrum aktywnego enzymu.
"Teoria enzymu" traktuje o konformacyjnych zmianach enzymu podczas adsorpcji na powierzchni międzyfazowej.
W ciągu ostatnich kilku lat, modelowanie cząsteczkowe i krystalografia promieniami-X doprowadziła do wyjaśnienia trójwymiarowej struktury wielu lipaz [3]. Europejski Projekt BRIDGE-T-Lipase prowadzony w latach 1990-1994 przyczynił się do znacznego poszerzenia wiedzy na ten temat [73]. Powszechnie występującą cechą badanych lipaz, jest fakt, że ich miejsce aktywne jest ukryte pod hydrofobowym, polipeptydowym wieczkiem [42;74;81] W ten sposób enzym jest nieaktywny dla monomerycznych cząsteczek substratu. Podczas lipolizy, kiedy lipaza zostaje związana z powierzchnią międzyfazową lipidów, aktywacja powierzchni międzyfazowej doprowadza do zmiany pozycji wieczka, które otwiera się, zmieniając konformację [48], przez przenikanie do fazy tłuszczowej, pozostawiając swobodny dostęp do miejsca aktywnego dla substratu [42;81]. Hydrofobowe wiązanie wieczka zostaje wystawione na fazę lipidową. Przykładami mogą być lipaza Rhizopus miehei (RML) oraz ludzka lipaza trzustkowa (HPL) [68,77]. Tej istotnej strukturalnej zmianie białek towarzyszą: inne przemieszczenia w zwoju następującym po pasmie β 4 prowadzące do pozycjonowania tzw. luki oxyanionu (ang. oxyanion hole) oraz znaczący wzrost powierzchni hydrofobowej enzymu, który jest wywołany identyfikacją powierzchni lipidu. Taka aktywacja powierzchni międzyfazowej jest charakterystyczna dla lipaz, i jak stwierdzono jest cechą odróżniającą esterazy od lipaz. Jednakże, niektóre enzymy o aktywności lipolitycznej nie ujawniają tej cechy, na przykład kutynaza Fusarium solani (FSK) oraz lipaza Pseudomonas aeruginosa (PAL) [17], CALB. Brak aktywacji międzyfazowej w ich przypadku jest spowodowany brakiem wieczka w strukturze enzymów, dlatego stanowią one ogniwo łączące lipazy i esterazy. Z kolei bakteryjna lipaza Pseudomonas glumae (PGL) posiada ukryte miejsce aktywne. Jej wieczko jest uformowane przez jedna α/β helisę, zawierającą 13 reszt. Jednakże lipaza ta nie wykazuje aktywacji międzyfazowej [73]. Można wysnuć wniosek, że brak aktywacji międzyfazowej nie jest wystarczający do rozróżnienia lipaz od esteraz. Zatem, bardziej odpowiednio jest definiować lipazy jako esterazy, które posiadają zdolność katalizowania hydrolizy długołańcuchowych TAG.